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        學習如何從共聚焦圖像中去除自發熒光

        發布時間:2022-12-12      點擊次數:587

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        自發熒光

        了解自發熒光的常見原因,以及如何從您的共聚焦顯微鏡成像過程中去除它。根據您的應用,可能有任意數量的自發熒光來源,但幸運的是,解決方案同樣也多種多樣——從改變您的介質到使用熒光壽命成像和遠紅區染料。








        引言

        熒光顯微鏡已經che di改變了我們對生物學的理解。通過以高空間分辨率定位細胞內特定分子事件,人們對從基因表達途徑到藥物相互作用的各個方面有了深入的了解。

        隨著現代共聚焦顯微鏡技術的改進,其靈敏度也在提高。在共聚焦成像過程中,一個關鍵的因素是信噪比,背景噪音會掩蓋信號的微小變化。

        在共聚焦顯微鏡中,噪音的最大來源之一是自發熒光。去除這種背景對于理解樣品中存在的信號的微小差異至關重要。在這篇綜述中,我們將探討如何通過一些快速修復方法和一些現代技術去除自發熒光,如熒光壽命成像。借助軟件和顯微鏡硬件方面的進步,這些技術越來越容易使用。

        自發熒光的原因

        自發熒光有許多潛在的原因,在一個樣品中往往有多個來源。首先,細胞制劑本身可以是內源性自發熒光的來源。一些常見的來源是NADH、黃素、脂褐素、膠原蛋白和彈性蛋白,以及植物樣品中的葉綠素和木質素。換句話說,它們是很難消除的。

        除了細胞增加了自發熒光外,在成像前處理樣品的方式也會引入額外的背景熒光。從處理試劑到封片介質,這可能是任何東西。在去除自發熒光之前,找到自發熒光的來源是很重要的。

        消除自發熒光的方法

        了解您的樣品

        如果您遇到自發熒光的問題,首先要做的是通過調查樣品來嘗試確定原因。當您開始實驗時,先選擇一個未標記的對照品,以確定染色過程中是否有增加背景熒光。

        了解您的自發熒光的光譜也很重要。這可以通過光譜掃描來確定。光譜掃描將有助于實驗優化和避免自發熒光的峰值。

        優化熒標記

        一旦您了解了自發熒光的光譜,下一個階段就是優化熒光標記選擇。如果自發熒光的光譜和您的熒光標記的光譜高度重疊,那么您的信號很有可能會被自發熒光所掩蓋。在這種情況下,選擇一個光譜遠離背景自發熒光的熒光標記。例如,如果您的自發熒光是在光譜的藍色區域,將您的熒光標記移到綠色或紅色區域。

        選擇熒光團時,選擇新型探針,如Alexa Fluor、Dylight或Atto。這些染料往往更亮,更穩定,并且激發和發射帶更窄,可以更容易地選擇您的熒光標記的信號。如果您的顯微鏡能檢測到它們,遠紅區染料是避免自發熒光問題的有效方法,因為這些波長在生物樣品中很少出現。檢測到遠紅染料還有一個好處,就是能夠擴大用于多色實驗的通道數量。

        選擇熒光標記后,重要的是不要盲目地用說明書上列出的濃度進行實驗。更多的時候,需要對熒光團進行滴定,在您的樣品上測試不同的濃度。這可以讓您看到哪種濃度能更有效地與背景區分,并減少自發熒光產生的干擾。按照制造商的說明,創建一個熒光標記的稀釋梯度,以涵蓋略低于和略高于推薦用量的范圍。用您的樣品測試這些稀釋液,以確定哪種稀釋液會給您帶來zui you xiao的信號。

        優化您的顯微鏡設置

        共聚焦顯微鏡的設置對圖像中的可見信號發揮著重要的作用,包括自發熒光。利用這些設置的優勢,通過調整光譜檢測,盡可能多地切斷自發熒光信號。根據顯微鏡的不同,有不同的方法,但最靈活的選擇是選擇一個白激光與光譜檢測器相配合。這樣,您可以精確調整到達樣品的光的波長,以及通過檢測器的波長。通過這種方式,在選擇哪些信號被記錄在捕獲的圖像中時,可以進行非常精細的控制,并有足夠的機會消除自發熒光。

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        圖1:當比較自發熒光和熒光標記的光譜時,挑選一個與自發熒光信號不重疊的熒光標記。

        處理您的樣品以避免自發熒光

        通常自發熒光不是來自樣品,而是來自成像前的處理方式。例如,封片介質、組織培養基和實驗室器皿都可能是自發熒光的來源。

        如果您正在進行活細胞成像實驗,那么考慮在成像前用預熱的不含酚紅的培養基或透明的緩沖鹽水代替正常的培養基。除了pH指示劑酚紅(在440納米處被激發時具有高強度熒光)外,培養基和試劑(如FBS)可能含有許多蛋白質和小分子,它們本身具有熒光信號--如果不去除它們,所有這些都會造成強烈的自發熒光背景。如果您決定將您的細胞換成一種新的培養基進行活體成像,重要的是要注意這可能會引起細胞行為和表型的意外變化,所以根據您的研究內容,您可能需要先讓細胞適應新的培養基。

        您也可以測量一下您用同一顯微鏡設置的器皿的自發熒光,查看是否是自發熒光的來源。測量時,請嘗試使用帶玻璃底的培養皿或專門用于去除自發熒光信號的玻璃底皿進行成像。

        在對暴露于化學品的活檢和組織樣本進行成像時也會出現類似的問題。一個常見的例子是消化道,如果它被暴露在抗生素(如四環素)中,會有大量的自發熒光,這些抗生素有強烈的熒光特征。在這種情況下,通過用緩沖鹽水che di沖洗或謹慎使用溶劑,可以很容易去除熒光。

        如果您要固定細胞,固定方法會對自發熒光有很大影響??紤]用福爾馬林和戊二醛的替代品,并且在成像前盡量不要將固定的樣品存放太久,因為自發熒光會隨著時間的推移而增加。

        軟 件

        雖然zui li xiang的方式是通過實驗設計消除自發熒光,但有些時候這是無法實現的。在這些情況下,可以通過計算來解決您的自發熒光問題。使用您的顯微鏡軟件或開源解決方案,如ImageJ,可以分析含有自發熒光的像素,并嘗試從整個圖像中消除自發熒光[1]。但要注意的是,計算方法可能很復雜。有許多不同的方法和算法可供選擇,所以可以嘗試查看哪些方法xiao guo zui hao。重要的是要記住,這些方法往往會降低您的熒光體信號的強度以及自發熒光,所以要小心使用它們,并注意在提高與背景的對比度和降低信號強度之間進行權衡。

        固定后去除自發熒光

        準備好您的樣品并儲存在冰箱后,似乎任何自發熒光都會留在那里。雖然在樣品準備階段消除自發熒光比較容易,但即使在這個過程的后期階段也肯定可以采取一些步驟。

        有許多化學處理方法可以減弱自發熒光信號。其中一些是市面上可以買到的,而另一些則可以用普通的實驗室化學品輕松制備,如peng qing hua na、蘇丹黑B、乙醇銨等[2,3]。

        光漂白在顯微鏡中往往有負面的含義,在激光調得稍高的情況下,往往會在花費大量時間尋找最佳圖像后失去熒光信號。然而,對于自發熒光,漂白可以發揮有益的幫助。在添加熒光團之前,您可以用高強度LED光處理您的樣品,以漂白所有的背景自發熒。之后,您所選擇的熒光標記應該與漂白后的背景形成更強烈的對比[4]。

        消除自發熒光的先進方法

        顯微鏡和熒光標記技術在不斷進步的同時也考慮到了自發熒光。有兩項創新在商業共聚焦顯微鏡中正變得越來越容易使用。

        白光激

        在減少自發熒光方面,白激光(WLL)具有很大的靈活性。首先,它們使您能夠精細地調整激發波長,以匹配您所選擇的熒光團,同時補充您的樣品的自發熒光特征。

        白激光在選擇熒光團時也給您大的靈活性,因為理論上它們可以讓您在整個光譜范圍內使用所有已知的熒光染料。波長從440 nm一直到遠紅端(790 nm),在處理自發熒光時,激發新型遠紅熒光標記的能力特別有利,因為自發熒光更常見于光譜的藍色和綠色帶。

        最后,基于光纖的WLL技術能夠實現脈沖激發,因此,您可以在脈沖之間的非常短的間隔內記錄熒光信號(計數光子)。這是時間相關單光子計數(TCSPC)的一個基本要求--熒光壽命分析的黃金標準方法。有了WLL,FLIM可以內置于您的顯微鏡中,為減少自發熒光和提高圖像對比度提供了一個非常有效和相對簡單的方法。

        壽命成像

        熒光壽命成像方法可用于消除自發熒光。壽命測量不是僅僅依靠特定波長下的熒光強度,而是反映熒光團在激發狀態下所花費的時間,這通常是納秒級的時間。這可以發揮重要的作用,因為您的背景自發熒光和您的熒光標記有重疊光譜的幾率相對較高。然而,它們具有相同的壽命信號的幾率要小得多。這意味著壽命測量可以用來區分自發熒光和熒光標記信號,即使它們看起來在同一光譜范圍內。以這種方式區分熒光信號,意味著使用壽命測量可以從幾乎任何熒光信號中收集有意義的信息,甚至是自發熒光。雖然壽命測量在傳統上是一種相對復雜的技術,但硬件和軟件的改進使其更容易被納入任何共聚焦顯微鏡的工作流程。

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        圖2:左邊的熒光顯微鏡圖像,沒有區分熒光信號和背景自發熒光。右邊的圖像使用FLIM來區分葉綠體中的自發熒光(藍色)和來自細胞膜的理想熒光信號(綠色)。


        概述和結論

        自發熒光不一定會毀掉您的實驗。

        但當您只有有限數量的珍貴樣本時,應確保沒有任何東西會損害您的實驗數據的質量。自發熒光是一種足以破壞您實驗的常見現象。然而,從簡單地替換您在樣品中使用的介質一直到使用先進的顯微鏡和檢測器,有許多種方法可以解決自發熒光。

        針對自發熒光做好相關準備是防止它影響您的實驗的最好方法。通過采取相關的應對措施,您可以在實驗設計中做出選擇,減少或wan quan消除背景熒光。


        參考文獻

        1,J. M. Powell, N. W. Plummer, E. L. Scappini, C. J. Tucker and a. P. Jensen, ?DEFiNE: A Method for Enhancement and Quantification of Fluorescently Labeled Axons,“ Front Neuroanat, 2018.

        2,W. Baschong, R. Suetterlin and R. Laeng, ?Control of autofluorescence of archival formaldehyde-fixed, paraffin-embedded tissue in confocal laser scanning microscopy (CLSM).,“ J Histochem Cytochem, vol. 49, no. 12, 2001.

        3,M. Viegas, T. Martins, F. Seco and A. do Carmo, ?An improved and cost-effective methodology for the reduction of autofluorescence in direct immunofluorescence studies on formalin-fixed paraffin-embedded tissues.,“ Eur J Histochem, vol. 51, no. 1, 2007.

        4,S. Y, I. P and C. A, ?Simple Elimination of Background Fluorescence in Formalin-Fixed Human Brain Tissue for Immunofluorescence Microscopy.,“ J Vis Exp, no. 127, 2017.






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